Ramiro Salazar Irigoyen.
MEDICO PATOLOGO CLINICO
El uso masivo e indiscriminado de antibióticos durante las últimas décadas, incrementado por la pandemia de COVID-19, está ejerciendo una presión selectiva en el mundo de las bacterias, dando como resultado que tratamientos que en un principio fueron eficaces ahora resultan inocuos.
Los antibióticos ejercen “presión selectiva” sobre las bacterias porque las cepas que adquieran resistencia serán las que podrán sobrevivir y reproducirse, aumentando el porcentaje de bacterias multiresistentes, al mismo tiempo que disminuyen o desaparecen las cepas sensibles.
Los mecanismos de resistencia de las bacterias se pueden clasificar en dos grandes grupos:
Adquisición de material genético extraño a la bacteria (ejemplo: la producción de betalactamasas, mediada por genes presentes en plásmidos o transposones)
Mutaciones espontáneas en genes constitutivos de las bacterias (ejemplo: la resistencia a las fluoroquinolonas por mutaciones en los genes que codifican las enzimas encargadas del desenrollamiento del ADN)
Cuando la bacteria ha adquirido la resistencia puede diseminarse de dos formas: dispersión de la misma bacteria resistente o dispersión de los genes que la generan a través de elementos genéticos móviles como plásmidos.
En muchos casos, las bacterias resistentes pueden encontrarse en determinados reservorios como los animales de granja, personas sanas, pero previamente tratados con múltiples antibióticos, e incluso persistir en áreas de Centros Médicos u Hospitales como las Unidades de Cuidados Intensivos.
Todos los antimicrobianos pueden estar relacionados con la resistencia bacteriana; sin embargo, cefalosporinas y fluoroquinolonas (FQ) se han asociado en mayor medida con este fenómeno
El uso desmedido de FQ se relaciona principalmente con la expresión de mecanismos de resistencia en bacterias gramnegativas y mayor riesgo de aislamiento e infección clínica por Staphylococcus aureus oxacilin resistente, Enterococcus resistente a vancomicina y Clostridioides difficile. El uso excesivo de FQ también se asocia con un aumento de la resistencia de Pseudomonas aeruginosa, la que a su vez se relaciona con menor susceptibilidad a otra clase de antibióticos.
Por otro lado, el uso prolongado de cefalosporinas de tercera generación se relaciona con un aumento de bacterias productoras de β-lactamasas de espectro extendido (BLEE) y representa un factor de riesgo para infecciones por C. difficile "En estudios chilenos se observó que el principal factor presente en los pacientes que desarrollaron infecciones por C. difficile, fue haber estado expuestos previamente a antibioterapias con FQ o cefalosporinas de tercera generación"
ANTIBIÓTICOS BETALACTÁMICOS
Son probablemente los más utilizados en la práctica clínica. Se caracterizan por la presencia de un anillo betalactámico en su estructura, el mismo que determina su mecanismo de acción: la inhibición de la síntesis de la pared celular bacteriana, pero, además, por actuar sobre una estructura propia y única de las bacterias, tiene una escasa toxicidad directa sobre órganos y tejidos del ser humano.
Los antibióticos que forman parte de los betalactámicos son:
penicilinas
cefalosporinas
carbapenémicos
monobactamas
inhibidores de las betalactamasas (IBL)
Tienen un espectro de acción que incluye a cocos gram positivos, excepto Staphylococcus oxacilin resistentes, bacilos gram negativos, enterobacterias fermentantes y no fermentantes, con excepción de bacterias productoras de betalactamasas, betactalamasas de espectro extendido (BLEE), metalobetalactamasas y carbapenemasas .
El mecanismo de resistencia de las bacterias a este grupo de antibacterianos se produce cuando las bacterias adquieren la capacidad de hidrolizar el enlace amida del anillo betalactámico, provocando que el antibiótico se convierta en una molécula que carece de actividad antibacteriana.
Frente a esta realidad, hoy más que nunca se vuelve imprescindible el uso del antibiograma para entender este fenómeno de la resistencia y sobretodo proceder a un tratamiento antibacteriano eficaz. La lectura interpretada del antibiograma (LIA) es relevante en la elección de los tratamientos y se convierte en una herramienta imprescindible en las medidas de control de infecciones y en el establecimiento de las políticas de uso responsable de antimicrobianos en cada Centro de Atención Médica.
El antibiograma se realiza para determinar la susceptibilidad de una bacteria a un grupo de antibióticos. Los resultados de un antibiograma, se expresan en una de tres categorías basadas en la probabilidad de éxito o fracaso terapéutico: sensible, intermedio y resistente.
Sensible o susceptible significa que el germen causal puede ser erradicado si se utiliza el antibacteriano en dosis terapéuticas y por cualquier vía, inclusive la oral.
Intermedio implica que el germen puede ser inhibido si se usan las dosis del antibacteriano máximas recomendadas y exclusivamente por vía parenteral.
Resistente cuando la bacteria no podrá ser erradicada aún con concentraciones elevadas del fármaco.
El Laboratorio de Microbiología emplea varios métodos para identificar la sensibilidad o resistencia de una bacteria in vitro, siendo el método más utilizado el de Bauer-Kirby (BK) que emplea discos impregnados en antibacteriano, los mismos que se colocan en una agar de enriquecimiento y luego de 24 a 48 horas se procede a leer los halos de inhibición alrededor de los discos de antibióticos y se interpretan para cada disco y cada microorganismo mediante los estándares propuestos por organizaciones académicas y científicas como la CLSI o la EUCAST. Existen otra serie de técnicas utilizadas como la concentración mínima inhibitoria (CMI), concentración bactericida mínima, niveles de antimicrobianos, títulos bactericidas del suero, pruebas de sinergia y otras.
A pesar de que las pruebas de sensibilidad in vitro son de una gran ayuda para decidir sobre una terapia antimicrobiana, es necesario considerar varios factores que limitan dicha eficacia como:
Variabilidad de cada infección.
Individualidad del paciente.
La penetración del antibiótico en las localizaciones de la infección.
Concentraciones del antibacteriano en líquidos biológicos
Ineficacia del antibiótico in vivo para penetrar a los macrófagos, lugar en donde se hallan ciertas bacterias.
Los antibióticos betalactámicos pierden eficacia por la resistencia que adquieren las bacterias a estos fármacos por la producción de enzimas, principalmente betalactamasas y carbapenemasas.
BETALACTAMASAS
El principal mecanismo de resistencia bacteriana de los bacilos Gramnegativos frente a los betalactámicos es la producción de betalactamasas, enzimas que hidrolizan el anillo betalactámico, y destruyen su componente activo. Son capaces de hidrolizar todos los betalactámicos con utilidad clínica. K. pneumoniae y E. coli son las enterobacterias que con mayor frecuencia han adquirido estas enzimas, pero se encuentran en muchas otras especies de bacilos gramnegativos.
Las betalactamasas de espectro extendido (BLEE) hidrolizan y causan resistencia a penicilinas, oximino-cefalosporinas (cefotaxima, ceftriaxona, ceftazidima, cefepime), pero no a cefoxitina ni a carbapenémicos, y son inhibidas por el ácido clavulánico. Con frecuencia, se acompañan de corresistencia a otros antibacterianos como aminoglucósidos, quinolonas y sulfas.
En el Laboratorio de Microbiología mediante el método de BK puede sospechar de cepa BLEE en el antibiograma porque existen algunas claves:
Resistencia a las cefalosporinas de tercera y cuarta generación
Resistencia al aztreonam.
Sensibilidad a la cefoxitina.
Sensibilidad a carbapenémicos
Son Inhibidas por el ácido clavulánico.
Para confirmar la producción de BLEE se pueden realizar pruebas fenotípicas que permite observar la sinergia entre los discos de cefotaxima, ceftazidima, cefepime o aztreonam con el de amoxicilina/clavulánico (IBL). Se determina la presencia de BLEE, si se observa la ampliación del halo de inhibición en la zona de proximidad entre el disco de la cefalosporina y el IBL.
Las betalactamasas tipo AmpC se caracterizan por la sensibilidad a algunos betalactámicos in vitro, pero que al emplearse in vivo este mismo betalactámico, aparece rápidamente resistencia. Este fenómeno se da porque hay una expresión del gen ampC, que puede encontrarse en el cromosoma bacteriano o en plásmidos.
En el antibiograma la presencia de betalactamasas tipo AmpC se sospecha si se observa:
Resistencia a cefalosporinas de primera y segunda generaciones
Resistencia variable a cefalosporinas de tercera generación
Resistencia a la cefoxitina
Resistencia a las combinaciones con IBL
Sensibilidad a carbapenémicos
Sensibilidad al aztreonam
Algunas claves que permiten diferenciar in vitro una cepa BLEE de una productora de carbapenemasas tipo Amp C se esquematiza en el cuadro siguiente:
Betalactamasas tipo AmpC puede verse con alguna frecuencia en Proteus, Providencia, Serratia, Pseudomonas, Acinetobacter, Citrobacter, Aeromonas, Yersinia, Morganella y Enterobacter.
El CLSI sugiere que no se reporte en el antibiograma la producción de BLEE, sino la sensibilidad para cada cefalosporina por separado según su Concentración Mínima Inhibitoria (CMI), sin embargo en la práctica clínica se acoge el término BLEE y se entiende que esto significa resistencia a las cefalosporinas de 1era. 2da. 3era y 4ta. generación
CARBAPENEMESAS
Las carbapenemasas son un grupo específico de betalactamasas con una alta eficiencia para provocar la hidrólisis de carbapenémicos, se pueden dividir en dos grandes grupos: metalobetalactamasas (presentan un núcleo de zinc en su sitio activo) y serinbetalactamasas (tienen serina en su sitio activo).
Las bacterias productoras de carbapenemasas son resistentes a los carbapenémicos, con el agravante que no se limitan a éste grupo, sino que reconocen e hidrolizan casi todos los betalactámicos.
El antibiograma con el método BK en la detección de bacterias productoras de carbapenemesas tienen una baja sensibilidad, ya que los puntos de corte clínicos no son útiles, y pueden aparecer como sensibles en el antibiograma e in vivo comportarse como resistentes o pueden presentar diferentes niveles de expresión y aparecer como heterorresistentes.
El Laboratorio de Microbiología entonces debe emplear otras técnicas como el test modificado de Hodge o las pruebas de sinergia de doble disco que emplean discos de ácido borónico o de EDTA frente discos de meropenem o imipenem.
El test de Hodge modificado es la prueba fenotípica más empleada para la detección de carbapenemasas de importancia clínica (KPC, otras MBLs y OXA-48-like).
Además, como existe un grado variable de hidrólisis del carbapenémico según el tipo de enzima (metalobetalactamasas o serinbetalactamasas), no solo es importante conocer el grado de sensibilidad, sino es imprescindible conocer las concentraciones mínimas inhibitorias (CMI) de los carbapenémicos mediante métodos automatizados en equipos especiales que son capaces de medir su concentración mínima y establecer el punto de corte. El resultado debe interpretarse según el sitio de aislamiento (sanguíneo, pulmonar, orina). Con estos datos se podrá establecer la necesidad de dosis óptimas e intervalos de administración adecuados (por ejemplo, infusiones continuas de 3 horas para el caso del meropenem) o combinaciones con uno o más fármacos frente a los cuales la bacteria muestre sensibilidad como pueden ser la tigeciclina, el colistin o la fosfomicina.
La resistencia a ertapenem mediante cualquier método se considera el test clínico más sensible para detectar la producción de carbapenemasas, esto significa que si una bacteria se muestra resistente a ertapenem se deberá suponer una resistencia cruzada con el resto de antibióticos carbapenémicos (imipenem y meropenem).
Los métodos moleculares basados principalmente en técnicas de PCR se utilizan exclusivamente para confirmar la resistencia bacteriana y establecer los mecanismos mediante los cuales las adquirieron: cambios en las porinas, bombas de expulsión activa, producción de otras betalactamasas, etc.
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